lunes, 9 de abril de 2018

OBSERVACIÓN DE TRICOMAS






Hoy toca observar tricomas
Es decir, pelos. Los pelos de los vegetales, que tienen la misma función que los pelos en los animales: la protección.
Protección frente a luz, a viento, a frío, a herbívoros, a insectos, artrópodos o gusanos que intenten penetrar para vivir o para desovar...

Pelos los tienen muchos vegetales, y no todos son iguales. Los hay tectores, glandulosos, lisos, rugosos, ramificados, mono y pluricelulares, estrellados...
Por eso vale la pena observarlos al microscopio.



Lo mejor será observarlos in situ, en la misma planta, ya que así se aprecia también su arranque, el lugar donde se implantan, que suele tener un grupo de células diferentes del resto, pero habremos de acercarnos bastante ya que su tamaño suele ser pequeño. Nos movemos en las escalas propias de la fotografía cercana (eso que llaman close-up) y de la macrofotografía, cuando no en la fotomicrografía.

Los podemos observar sin teñir

Mercurialis tomentosa sin teñir



Se pueden ver bien en cortes gruesos, que podemos realizar a mano con facilidad, tanto en tallos como en hojas. En los bordes de los cortes transversales podremos observar, en distintos planos, los tricomas. No podremos enfocar todos a la vez, ya que el corte es grueso, pero lo que interesa es poder recrearnos en la observación de cada uno por separado


Corte transversal de tallo de Veronica


También es interesante la observación con luz incidente, bien con la ayuda de un estereomicroscopio de pocos aumentos o bien fotografiándolos con los móviles actuales, que son capaces de enfocar a pocos centímetros.


Superficie de hoja de Lavandula
(se ven también glándulas de esencia redondeadas amarillas)



Podemos observarlos teñidos. Como suelen resistirse a tomar los colorantes, la parte parenquimatosa del corte quedará sobre-teñida, cosa que no nos importa ya que nuestra atención se dirige a los tricomas.

Pelo tector y glanduloso de Pelargonium (Azul de Metileno)


Puede interesar algunas veces observar los pelos individualizados, arrancados de su sitio.

Pelo tector rugoso de Origanum




Pasemos ahora a los MODUS OPERANDI para realizar lo arriba indicado.

Tres métodos:
          A) Por fotografía cercana
          B) En cortes transversales (al aire, en líquido o teñidos)
          C) Individualizados (arrancados)

Veamos cada uno de ellos:


A) FOTOGRAFÍA CERCANA:

Hoy en día se puede hacer con facilidad con los nuevos móviles, que fotografían a distancias muy cortas (entre 5 y 10 cm). Lo interesante es dar con la iluminación adecuada que resalte lo que se quiera observar en la muestra.


Haz de hoja de Veronica (foto con móvil)

Haz de hoja de Oxalis (foto con móvil)






























Una caja o un vaso puede ser un soporte válido para sostener el móvil. 

Móvil sobre un vaso fotografiando una hoja
(así nos ahorramos comprar soportes sofisticadísimos...)


La iluminación se puede intentar con una linterna o un pequeño “flexo”. (También hay iluminadores muy buenos si queremos gastarnos las perras...). La iluminación se ha de hacer a base de pruebas, pero siempre será bueno efectuar iluminaciones laterales que incrementen el relieve.

Tallo de Veronica (luz incidente)


Es conveniente que el móvil permita ajustar MANUALMENTE su cámara, aunque a veces los métodos automáticos son válidos. Para evitar vibraciones podemos usar el disparo diferido unos segundos.

Las muestras deberán ser “frescas” para que los tricomas no hayan perdido su turgencia y por lo tanto mantengan su natural porte.



B) EN CORTES:

Se realiza, a mano alzada, un corte transversal de tallo u hoja, y se deposita sobre un porta.

B-1: al aire
Se puede hacer la observación AL AIRE (incluso sin poner cubre), que será la manera más natural de observación.
La observación se puede hacer con luz incidente y fondo claro o fondo oscuro, o también con luz transmitida (la del iluminador del microscopio).

Pelos glandulosos de Antirrhinum (fondo oscuro, luz lateral)
Pelos tectores y glandulosos de Pelargonium
en corte transversal grueso, luz transmitida.






























Este sistema tiene el inconveniente de ser un método TEMPORAL, ya que antes o después el corte se deteriora


B-2: en medio líquido
Se puede sumergir el corte ( y por tanto los pelos) en un líquido y cubrir con el correspondiente cubreobjetos. El agua y los líquidos no oleosos (glicerina, goma arábiga...) darán más contraste que los oleosos (alcoholes, resinas...). Si se quiere hacer una preparación permanente, habrá que proceder a FIJAR el corte y por tanto es necesario añadir alcohol u otro fijador. Esto puede deteriorar (o no) los tricomas. Muchas veces estas manipulaciones hacen que “exploten” y se deshinchen las células glandulosas redondas.

Una vez fijado, se puede incluir el corte. Si se hace en agua habrá que sellar los bordes del cubre con laca para evitar que el agua se evapore. El agua como medio de inclusión casi siempre genera burbujas que acostumbran a colocarse en los lugares más inoportunos (ver foto de Romero al final).  Mejor es incluir en laca o resinas, pero en este caso el contraste se reduce mucho y es necesario teñir, cosa de la que nos ocupamos enseguida. Un sistema intermedio es incluir en medios acuosos que secan después, como Apathy o Farrán.


Pelargonium en medio acuoso, luz transmitida.


B-3: tiñendo
La tinción del corte (con los pelos) se hace como siempre por inmersión en el colorante (luego enumeraremos algunos). Normalmente se ha de prolongar el tiempo de inmersión ya que los tricomas son reacios a tomar color. No solo reacios sino también irregulares en la coloración, ya que en un mismo campo podemos tener a veces pelos teñidos y pelos no teñidos, aún tratándose de pelos de una misma planta y tipo, e incluso parte del pelo teñido de un color y parte de otro color.

Al prolongar el tiempo de tinción (ya se ha apuntado antes) el parénquima del corte quedará sobre-tintado, dado que además no hemos tenido especial cuidado en hacer cortes finos.

Pelargonium, Azul de metileno. Pelos tectores largos
y pequeños pelos glandulosos. Corte grueso.

Lavaremos con disolvente adecuado hasta no cesión y montaremos en laca o resina.


    C) INDIVIDUALMENTE:

Si queremos observar los pelos individualmente, podemos proceder a raspar con una cuchilla o lanceta la superficie de la planta, haciendo caer los pelos sobre un porta horizontal. Esta operación es relativamente fácil con pelos rígidos pero difícil con pelos blandos y largos: rascaremos la superficie y los pelos se “peinarán” y acomodarán al paso de la cuchilla para luego volver a la posición original sin caer al porta. 
Este método tiene el inconveniente de ver solo el pelo una vez arrancado sin observar su inserción en la planta, que suele ser interesante.

Una vez hemos conseguido un montoncito de pelos en el porta (habrá que recuperar los que se empeñan en pegarse a la cuchilla), podemos poner encima una gota de colorante y colocar el cubre.
Dejamos actuar unos minutos (normalmente más de los que pensábamos) y ahora debemos sustituir el colorante por disolvente incoloro. 

Modo de introducir líquido por la derecha mientras se extrae por la izquierda con el papel de filtro.

Lo “chuparemos” por capilaridad por un lado del cubre con un trocito de papel de filtro mientras por el otro lado agregamos gotas de disolvente (agua, alcohol...). Normalmente los tricomas aguantan sin escaparse hacia el papel de filtro.

Pelo estrellado. Tinción con Safranina. Luz transmitida. 


Pelo estrellado. Tinción Verde Malaquita. Luz transmitida.















Si el colorante no es muy oscuro puede obviarse la operación anterior, y puede que el colorante acabe por concentrarse en los tricomas dejando el resto del campo casi sin color.

Una vez sustituido el colorante por disolvente se puede optar por:

a) Sellar con laca (Ya se comentó antes el inconveniente del agua como medio permanente.)

b) Sustituir el disolvente por un medio de montaje definitivo valiéndonos del mismo método: “chupar” por un lado mientras aportamos disolvente por el opuesto. Como los medios de montaje suelen ser viscosos, podemos usar medios diluidos con el disolvente adecuado: IPA para Laca; Xilol para Bálsamo.

El cubreobjetos puede mantenerse fijo aplicando en su centro un pequeño peso: pesita de 2 gramos, tornillo, etc.

En algunos casos (SOLO SI SON PELOS GRANDES Y ABUNDANTES) puede intentarse el método consistente en teñir en el hueco de una placa de gotas o similar y después “colar” los pelos teñidos por un colador que habremos fabricado pegando un trozo de gasa muy fina en un alvéolo de un blister de los que contienen los comprimidos o algo similar. Mejor que gasa es un trozo de media o “panty” vieja (también sirve una nueva pero es más caro). Para evitar manchas será bueno recoger los líquidos de lavado en un frasquito y luego tirarlos al sumidero debidamente.


"Colador" hecho con trozo de media y alveolo de
blister de comprimidos.
"Colador" y frasco "sumidero".
















Los tricomas se lavan sobre el mismo “colador” con el disolvente adecuado y se recuperan los pelos teñidos a favor de un pincelito, depositándolos en un porta y tratándolos como antes se ha dicho.

En todos los procesos explicados es fundamental estar muy atento a corrientes de aire, estornudos, suspiros, etc., que pueden dar al traste con nuestra preparación. Lo mejor es no respirar... 
¡pero es que nos va la vida en ello... !

       -    -   -   -   -    -    -   -   -    -    -    -   -    -    -    -    -

COLORANTES:

Con los colorantes habituales tendremos cubierta toda la gama apetecible, ya que, insistiendo más o menos, acabarán tiñéndose lo suficiente. (Algunos se resisten bastante).

Verde: Con Verde Brillante, Verde Malaquita,  Verde Yodo
Azul: Con Azul de Metileno, Azul de Astra, Azul de Toluidina
Rojo: Con Safranina
Morado: Con Hematoxilina, Violeta de Genciana, Fucsina básica

Con estos colorantes se pueden teñir (o intentarlo) los cortes y/o tricomas antes citados. El tiempo de tinción, dependiendo del colorante, puede ser alto, mayor de cinco minutos, con lo que el corte quedará oscurísimo (ya hemos dicho que son cortes gruesos) pero lo que nos interesa son los pelos.

Concentraciones:

Conviene usar concentraciones altas (1%) y será necesario prolongar los tiempos (10 min). La consecuencia lógica es que habrá que insistir en los lavados para que deje de haber cesión de colorante.


Mezclas de colorantes:

Los ya conocidos en este blog:

SAVI: Safranina y Verde Rápido

FA 11: Fucsina acuosa y Azul Astra 




 Algunas plantas de fácil localización que ofrecen tricomas interesantes:


Lavandula: lavanda, espliego

Sin teñir


Pelargonium: los geranios de los tiestos decorativos

Azul de Metileno


Rosmarinus: romero

Safranina. La región inferior es una burbuja,
en la que condensan pequeñas gotitas de agua,


Antirrhinum: conejitos o dragoncillos

Luz transmitida. Sombras y suciedad, ya que los "conejitos"
son bastante pringosos.


Quercus: encina

Tinción SASIP. Abajo, en el envés, los tricomas,
de perfil y caprichosamente teñidos.
Corte de transversal de hoja 


Sin tinción
















Verbascum: gordolobo

Envés de hoja. Luz incidente.


Olea: olivo


Corte de tallo. Tinción FA 11.
El pelo del círculo rojo se observa de perfil.


El pelo de Olea es el central redondeado, visto de frente.
El largo es de Mercurialis, ligeramente teñido de Safranina.
Los otros son de Lavandula.






También se puede disfrutar de los tricomas sin teñir visualizándolos con ayuda de la POLARIZACIÓN, pero eso a lo mejor lo tratamos otro día, con más calma...

(Todas las fotografías, y sus correspondientes preparaciones y tinciones, son del autor).


jueves, 8 de febrero de 2018

ESTRUCTURA DE LA PARED CELULAR Y COLORANTES

SOMERA REVISION de COLORANTES Y 
ESTRUCTURA CELULAR 

 Cuando se habla de tinciones de vegetales se simplifica, se dice: las ligninas....las celulosas... 

 Esto no es más que una burda simplificación. La realidad, como siempre, es mucho más compleja. 

 La composición de la pared celular vegetal es un 75% agua e iones.  El 25% restante constituye la parte propiamente estructural de la pared, con la siguiente composición: 

Un tercio aproximadamente son celulosas: la celulosa es un polímero de celobiosa, que a su vez es un dímero formado por dos moléculas de glucosa (son las gruesas varillas amarillentas de la figura). 
Otro tercio aproximadamente son hemicelulosas constituidas por xiloglicanos: polímeros de xilosa y otros monosacáridos (la maraña anaranjada). 
Otro tercio aproximadamente son pectinas con calcio y grupos ácidos (la maraña azulado-verdosa). Estas son las principales responsables de la gelificación de las mermeladas. 

 Además hay un pequeño tanto por ciento de glicoproteinas, es decir, combinación de azúcares y proteínas. 

 La figura presenta la estructura de la pared vegetal según Sommerville et al (2004). 



 La lignificación consiste en que la lignina se introduce dentro de esa estructura rellenando los intersticios y creando nuevos enlaces que confieren una mayor rigidez al conjunto, además de crear menor solubilidad y proporcionar un sabor astringente si se ingiere.

 Con esta complejidad estructural se comprende que es difícil teorizar sobre las interacciones entre un determinado colorante y una determinada zona de la pared celular. 


 Además, antes de proceder a la tinción, normalmente actuamos fisicoquímicamente sobre esas estructuras precisamente con intención de modificarlas.

 En primer lugar, al someter los tejidos vegetales a FIJACION, hemos detenido los procesos metabólicos, lo cual nos garantiza que aquello que queremos estudiar no se va a descomponer, pero a la vez, hemos roto o modificado NO SABEMOS CUÁLES estructuras. 

 Los fijadores actúan desnaturalizando proteínas y/o creando nuevos enlaces entre los componentes celulares modificando así las estructuras que queremos observar. No olvidemos que en la pared celular hay proteínas (glicoproteinas) que pueden modificarse con el proceso de fijación. 

 A mayor abundamiento, la mayoría de las veces con el fin de observar mejor (más claramente) la estructura de los tejidos (de sus paredes celulares), hacemos un tratamiento con lejía para destruir los contenidos celulares. 

 Esa LEJIACIÓN consiste en una brutal oxidación a pH alto que lógicamente destroza citoplasmas (contenidos celulares). ¿Hasta qué punto altera a la matriz de la pared celular cuyo 75% es agua? También suponemos que no afecta para los efectos que nos ocupan, es decir, estructura general y coloración de estructuras generales. 

 Las estructuras varían de especie a especie, de zona a zona  y en los distintos estadios de crecimiento de una misma planta, con lo cual no hemos de extrañarnos si obtenemos distintas tinciones de una  planta en distintas ocasiones.

 Lo dicho explica que, aunque el modus operandi y los reactivos sean los mismos, podamos obtener una coloración con precioso contraste en una preparación de un tallo de una especie vegetal y sin embargo con el tallo de otra especie diferente el contraste sea casi inexistente, e incluso puede darse el caso de obtener, en distintas ocasiones, preparaciones de una misma planta con resultados paradójicos en cuanto a la coloración obtenida. 

 Modificando modus operandi, concentraciones, tiempos... quizá podamos compensar las diferencias y obtener resultados más parecidos con tallos de distintas especies y/o con distintos tallos de diferentes zonas de una misma planta, e incluso con tallos de una misma planta recolectados en distinta época.

 Sin embargo, sí que es cierto que se encuentran regularidades en el reparto y disposición de los tejidos para cada especie, género, familia. 




 Con respecto a la estructura y composición de materias colorantes el asunto también es complejo, aunque no tanto, ya que se trata de estructuras químicas más simples.

 Los colorantes actúan en función de: su tamaño molecular, su forma, su reparto de cargas eléctricas, su polaridad, su solubilidad, su viscosidad, la temperatura, el tiempo de acción, la agitación, la concentración, el orden de actuación, etcétera. 

 Además el resultado depende también del medio de inclusión que utilicemos para montar la preparación definitiva, pues unos medios son idóneos y duraderos (tanto el medio como la estabilidad de los colores) y otros en cambio son fugaces tanto en la conservación de los colores como en la estabilidad del medio y sus burbujas. 


La elaboración de una preparación de un corte vegetal coloreado es una cadena de muchos eslabones y en cada uno de ellos podemos actuar incorrectamente y arruinar el resultado final. 


 ¡¿Quizá aquí radica la gracia de esta afición.!?


 La cadena más o menos podría ser: 

Colecta y troceo de muestras 
Conservación y etiquetado 
                                  en seco (sobres, herbario...) 
                                  en medio conservador (alcohol, FAA...) 
Fijación 
Corte (con inclusión, si procede, en parafina, PEG, médula...) Coloración 
Montaje en porta-cubre 
Conservación y etiquetado final 
Observación 
Fotografiado 
Archivo fotográfico 


 Paso ahora a repasar sólo alguno de los anteriores pasos: 

A)  COLORANTES y sus TÉCNICAS de TINCIÓN: 


 a) Preferentes de ligninas: 

SAFRANINA (da tono rojo en medio acuoso y morado en hidroalcohólico) 
FUCSINA BÁSICA 
VERDE YODO, V. BRILLANTE, V.MALAQUITA 
VIOLETA DE GENCIANA 
AZUL de METILENO ¡ojo!: Langeron dice que tiñe la celulosa, y es cierto, quizá sea   el único que la tiñe ESPECÍFICAMENTE, pero también tiñe otras muchas cosas (casi todo...) 


 b) Preferentes de celulosas (y pectinas y hemicelulosas...):

ROJO CONGO (montaje casi obligado: Pujiula) ** 
AZUL ASTRA en medio acuoso 
VERDE RÁPIDO: solo actúa en medio apolar (IPA)
HEMATOXILINA (Ehrlich) 
FUCSINA ÁCIDA en IPA-agua 

 ** [ Se puede intentar el paso BRUSCO a IPA: dejar casi secar el corte ya teñido por ROJO CONGO y verter encima gotas de IPA, lavar fugazmente con más IPA y seguir montaje con IPA – Xilol- -Bálsamo. Tiene la ventaja de la rapidez. Si hay suerte, el RC queda algo pardo y quizá el verde sea estable...] 


 Los del grupo a) tiñen también las celulosas ( y pectinas y hemicelulosas más o menos), pero es fácil diferenciar con agua, solución de pH ácido o alcohol clorhídrico hasta dejar sólo teñidas las partes lignificadas. 

También los del grupo b) tiñen todo, pero se usan al final, cuando ya se ha diferenciado después de teñir lo lignificado. 


                         TÉCNICAS DE TINCIÓN


            COLORANTE                MEDIO DE INCLUSION 

 I-Simples: HEMATOXILINA                      Bals                                     para epidermis 


 II-Dobles con diferenciación

VERDE YODO*- ROJO CONGO              Pujiula 
SAFRANINA - ASTRA                                Silic 
SAFRANINA - HEMATOXILINA              Bals Silic                 no siempre el contraste es óptimo 
VERDE YODO - HEMATOXILINA             Bals       

* (Casi siempre el VERDE YODO es sustituible por otros verdes: Brillante, Malaquita.) 


 III-Metacromáticas: (puede haber sorpresas: poco contraste, fugacidad, colores raros...)

SAFRANINA acuosa                                  Silic                     a veces bonita metacromasia 
AZUL TOLUIDINA acuoso                         Silic 
AZUL METILENO acuoso                      Silic o Bals                produce metacromasia fugaz 
VERDE YODO                                             Bals 


 IV-Dobles con mezclas colorantes: (Tratados en otras entradas del Blog. Ver seguimiento al final)

 SAVI (SA en agua + VR en IPA) 
 FA11 (FS básica + ASTRA en agua) 



 B)  MEDIOS DE INCLUSION 

 1- ACUOSOS: 

 Gomas y Gomas-glicerinas: Se llevan mal con la Safranina, que destiñe, pero van bien con el Rojo Congo. 

Silicato sódico: respeta colores, pero la experiencia de momento es de solo dos meses de conservación.    He utilizado Silicato sódico adquirido en “Riesgo” (un litro, menos de 5 €). 

 Solamente he tenido hasta ahora una experiencia negativa con el silicato: una preparación montada con Silicato 3:1 en agua generó a la semana una especie de “craquelado”, sobretodo en las células meristemáticas grandes. 


 ¿Alguien tiene experiencia con el Silicato 
como medio de montaje? 

2- RESINOSOS: (todos disueltos en xilol) 

 Bálsamo y Dammar: Lo mejor para evitar burbujas y garantizar conservación durante años. No respeta Rojo Congo. 

 Paraloid: puede sustituir al Bálsamo y Dammar en algún caso.


 [ Desde que descubrí el IPA como disolvente en microscopía me olvidé de los pasos por alcoholes de graduación creciente (50-70-96-absoluto) y decreciente para deshidratar e hidratar, y de las esencias de clavo o naranja. (ver en otras entradas del blog) ]


3-MIXTOS: 

Pujiula: El único que respeta la tinción Verde Yodo - Rojo Congo. El inconveniente es que se ha de disponer de una noche para que seque la goma. Por propia experiencia se garantiza duración de más de 30 años. 



 SIMPLIFICANDO... 


 Para el que no quiera fabricarse mezclas colorantes del tipo de SAVI o FA-11 y que no quiera ampliar mucho la gama de colorantes empleados, indico reactivos y modus operandi para realizar preparaciones sencillas de cortes vegetales, rápidas y con un buen contraste: 

 A)  COLORANTES: 

SAFRANINA ACUOSA: Solución acuosa 0,2-0,5% 
VERDE ( Malaquita, Yodo, Brillante, es casi indiferente): Solución acuosa 0,1-0,5% 
AZUL DE ASTRA: “Euromex” (único al que he tenido acceso)
FUCSINA ÁCIDA: Solución al 0,1-0,2% en AGUA-IPA a partes iguales. 

B)  MEDIOS DE INCLUSIÓN: 

BÁLSAMO del Canadá en Xilol (hasta consistencia siruposa) . Igualmente DAMMAR. 
SILICATO sódico: 4 partes de silicato comercial + 1 parte de agua.  

C)  DISOLVENTES: 

IPA: Isopropanol 
IPAXIL: Isopropanol y Xilol a partes iguales 
XILOL 
Disolución ácida (pH2 ) : disolver 2 mL de “Salfumant” reciente (HCl) en un litro de agua. 




D)  MODUS OPERANDI DE COLORACIONES: 

SAFRANINA

      Corte en agua 
      SAFRANINA ACUOSA 5 minutos 
      Lavado en agua (no muy prolongado) 
      Montar en SILICATO 


Resultado: Ligninas pardas y celulosas amarillas: 

Tallo de hipérico teñido con Safranina acuosa (en Silicato)


 SAFRANINA – ASTRA

      Corte en agua 
      SAFRANINA ACUOSA 5 minutos 
      Agua hasta no cesión (diferenciar con pH 2 si no queda limpia la celulosa)
      AZUL DE ASTRA 3 minutos 
      Agua hasta no cesión 
      Montar en Silicato


Resultado: Ligninas rojas y celulosas azules: 

Tallo de hipérico teñido con Safranina acuosa y Astra (en Silicato)

  En lugar de la solución de Azul de Astra se puede utilizar una mezcla a partes iguales de Azul de Astra y Orange (ambos “Euromex”), con lo que la coloración queda más verdosa y menos azulada. 


VERDE – FUCSINA ÁCIDA

      Corte en agua 
      VERDE (BRILLANTE, MALAQUITA...) 5 minutos 
      pH2 hasta diferenciar 
      IPA 
      FUCSINA ÁCIDA 3-5 minutos 
      IPA 
      IPAXIL 
      Montar en Bálsamo 

Resultado: Ligninas verdeazuladas y celulosas fucsia (el aspecto final recuerda al obtenido con la tinción de Román: Verde Yodo/Ehrlich): 



Tallo de hipérico teñido con Verde Malaquita y Fucsina ácida (en Bálsamo)


 Tanto las proporciones de los colorantes como los tiempos son orientativos, dependiendo de: el material que se trabaje, grosor de corte, temperatura, agitación, etc. 

 Como puede verse, con NO MÁS DE UNA DECENA de frasquitos pueden hacerse con facilidad y rapidez preparaciones duraderas en el tiempo y con contraste variado. El silicato se ha mostrado estable y durable más de dos meses, habrá que esperar más tiempo para comprobar su comportamiento, ya que yo no lo he manejado antes ni tengo referencia alguna. 

 Todos los cortes se han obtenido con el “Microtomo Estocástico” (ver entrada correspondiente). 

__________________

 SEGUIMIENTO DE COLORANTES: Respecto a las mezclas colorantes ya referenciadas antes en otras enttradas del blog, se puede decir que: 
 SAVI ya lleva casi 4 años funcionando bien, y 
 FA-11 casi un año. 

                                                                               Febrero, 2,018